Endoboost plus — среда выбора для наращивания клеточной массы эндотелиальных колониеформирующих клеток

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Эндотелиальные колониеформирующие клетки (Endothelial colony-forming cells, ECFC) обладают мощным клоногенным и репаративным потенциалом, что делает их перспективным материалом для клеточной терапии, экспериментальной биологии и медицины. Возможность быстрого увеличения клеточной массы — ключевой момент использования ECFC в этих направлениях. Нами разрабатывается состав питательной среды для эндотелиальных клеток EndoBoost и EndoBoost Plus. «Золотым стандартом» в культивировании ECFC признана среда Endothelial Cell Growth Medium2 (EGM2). Цель нашего исследования — сравнительная оценка эффективности питательных сред EGM2, EndoBoost и EndoBoost Plus для наращивания культуры ECFC. Максимальная пролиферативная активность ECFC зарегистрирована в среде EndoBoost Plus, менее активной признана EndoBoost и самый низкий результат соответствовал EGM2. Таким образом, предпочтительной средой для наращивания клеточной массы ECFC, выделенных из периферической крови взрослого человека, является EndoBoost Plus.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

В. Г. Матвеева

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний

Автор, ответственный за переписку.
Email: matveeva_vg@mail.ru
Россия, 650002, Кемерово

Д. К. Шишкова

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний

Email: matveeva_vg@mail.ru
Россия, 650002, Кемерово

Е. А. Торгунакова

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний

Email: matveeva_vg@mail.ru
Россия, 650002, Кемерово

А. Г. Кутихин

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний

Email: matveeva_vg@mail.ru
Россия, 650002, Кемерово

Список литературы

  1. Athanassiades A., Hamilton G. S., Lala P. K. 1998. Vascular endothelial growth factor stimulates proliferation but not migration or invasiveness in human extravillous trophoblast. Biol. Reprod. V. 59. P. 643. https://doi.org/10.1095/biolreprod59.3.643
  2. Banno K., Yoder M. C. 2018. Tissue regeneration using endothelial colony-forming cells: promising cells for vascular repair. Pediatr. Res. V. 83. P. 283. https://doi.org/10.1038/pr.2017.231
  3. Barclay G. R., Tura O., Samuel K., Hadoke P. W., Mills N. L., Newby D. E., Turner M. L. 2012. Systematic assessment in an animal model of the angiogenic potential of different human cell sources for therapeutic revascularization. Stem Cell Res. Ther. V. 3. P. 23. https://doi.org/10.1186/scrt114
  4. Cai J., Jiang W. G., Ahmed A., Boulton M. 2006. Vascular endothelial growth factor-induced endothelial cell proliferation is regulated by interaction between VEGFR-2, SH-PTP1 and eNOS. Microvasc. Res. V. 71. P. 20. https://doi.org/10.1016/j.mvr.2005.10.004
  5. Cox C. M., D’Agostino S.L., Miller M. K., Heimark R. L., Krieg P. A. 2006. Apelin, the ligand for the endothelial G-protein-coupled receptor, APJ, is a potent angiogenic factor required for normal vascular development of the frog embryo. Dev. Biol. V. 296. P. 177. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2006.04.452
  6. Delcombel R., Janssen L., Vassy R., Gammons M., Haddad O., Richard B., Letourneur D., Bates D., Hendricks C., Waltenberger J., Starzec A., Sounni N. E., Noël A., Deroanne C., Lambert C., Colige A., 2013. New prospects in the roles of the C-terminal domains of VEGF-A and their cooperation for ligand binding, cellular signaling and vessels formation. Angiogenesis. V. 16. P. 353. https://doi.org/10.1007/s10456-012-9320-y
  7. Dragoni S., Laforenza U., Bonetti E., Lodola F., Bottino C., Berra-Romani R., Carlo Bongio G., Cinelli M. P., Guerra G., Pedrazzoli P., Rosti V., Tanzi F., Moccia F., 2011. Vascular endothelial growth factor stimulates endothelial colony forming cells proliferation and tubulogenesis by inducing oscillations in intracellular Ca2+ concentration. Stem Cells. V. 29. P. 1898. https://doi.org/10.1002/stem.734
  8. Kutikhin A. G., Tupikin A. E., Matveeva V. G., Shishkova D. K., Antonova L. V., Kabilov M. R., Velikanova E. A. 2020. Human peripheral blood-derived endothelial colony-forming cells are highly similar to mature vascular endothelial cells yet demonstrate a transitional transcriptomic signature. Cells. V. 9. P. 876. https://doi.org/10.3390/cells9040876
  9. Liao G., Zheng K., Shorr R., Allan D. S. 2020. Human endothelial colony-forming cells in regenerative therapy: a systematic review of controlled preclinical animal studies. Stem Cells Transl. Med. V. 9. P. 1344. https://doi org/10.1002/sctm.20-0141
  10. Lyons C. J., O’Brien T. 2020. The Functionality of Endothelial-Colony-Forming Cells from Patients with Diabetes Mellitus. Cells. V. 9. Art. ID: 1731. https://doiorg/10.3390/cells9071731
  11. Medina R. J., Barber C. L., Sabatier F., Dignat-George F., Melero-Martin J.M., Khosrotehrani K., Ohneda O., Randi A. M., Chan J. K.Y., Yamaguchi T., Van Hinsbergh V. W.M., Yoder M. C., Stitt A. W. 2017. Endothelial progenitors: a consensus statement on nomenclature. Stem Cells Transl. Med. V. 6. P. 1316. https://doiorg/10.1002/sctm.16-0360
  12. Pearson J. D. 2010. Endothelial progenitor cells — an evolving story. Microvasc. Res. V. 79. P. 162. https://doi.org/10.1016/j.mvr.2009.12.004
  13. Prasain N., Meador J. L., Yoder M. C. 2012. Phenotypic and functional characterization of endothelial colony forming cells derived from human umbilical cord blood. J. Vis. Exp. V. 13. Art. ID: 3872. https://doi.org/10.3791/3872
  14. Tura O., Skinner E. M., Barclay G. R., Samuel K., Gallagher R. C., Brittan M., Hadoke P. W., Newby D. E., Turner M. L., Mills N. L. 2013. Late outgrowth endothelial cells resemble mature endothelial cells and are not derived from bone marrow. Stem Cells. V. 31. P. 338. https://doi.org/10.1002/stem.1280
  15. Wang S., Li X., Parra M., Verdin E., Bassel-Duby R., Olson E. N. 2008. Control of endothelial cell proliferation and migration by VEGF signaling to histone deacetylase 7. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V. 105. P. 7738. https://doi.org/10.1073/pnas.0802857105

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Типичные гистограммы флуоресценции антигенов на мембране клеток, полученные с помощью проточной цитометрии (флуоресцентно-меченные антитела — красные кривые; изотипический контроль — черные кривые): а — эндотелиальные антигены CD31, CD146, CD133, CD105; б — CD34; в — гемопоэтический линейный маркер CD45 и CD14; г — миелоидный CD90.

Скачать (224KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Типичная морфология колоний ECFC (а), а также флуоресценция поверхностных (CD31, CD144) и внутриклеточных (VWF, F-актин) маркеров и синтезированных клетками белков внеклеточного матрикса (фибронектина, коллагена IV типа) с помощью флуоресцентно-меченных антител. Виментин и α-актин не определяются (б); в — формирование капилляроподобных структур клетками ECFC на Matrigengel; а, в — фазово-контрастная микроскопия, шкала — 500 мкм; б — конфокальная микроскопия, шкала — 50 мкм.

Скачать (383KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Сравнение роста колоний ECFC на среде EGM2 и EndoBoost Plus: а –фотографии динамики роста одних и тех же колоний на различных средах в течение 17 сут; б — кривые увеличения числа клеток в культуре ECFC в течение 53 сут (подсчет клеток при проведении пассажей).

Скачать (292KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Рост культуры клеток в режиме реального времени в течение 72 ч на EGM2, EndoBoost и EndoBoost Plus (xCELLigence): а — кривая зависимости клеточного индекса (КИ) от времени; б — КИ; в — угол наклона кривой на различных средах через 72 ч культивирования.

Скачать (193KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025