Эффекты стимуляции большого ядра шва на ноцицептивные нейроны каудальной вентролатеральной ретикулярной области продолговатого мозга крысы в норме и после перенесенного кишечного воспаления

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Большое ядро шва (БЯШ) является ключевой структурой эндогенной антиноцицептивной системы, в регуляции активности которой важную роль играют серотониновые 5-HT1A рецепторы. К реципиентам нисходящих проекций БЯШ относится каудальная вентролатеральная ретикулярная область продолговатого мозга (кВЛРО) — первый супраспинальный центр обработки висцеральных и соматических болевых сигналов. Известно, что кишечная патология вызывает в БЯШ устойчивые функциональные перестройки, ассоциированные с развитием висцеральной и соматической гипералгезий. Предположительно, следствием таких перестроек могут являться изменения в модулирующих влияниях БЯШ на ноцицептивную активность кВЛРО. Однако конкретные нейрональные и молекулярные механизмы, лежащие в основе таких влияний в норме, а также их изменения при патологии остаются неисследованными. Целью наших нейрофизиологических экспериментов на анестезированных взрослых самцах крыс Вистар являлось сравнительное изучение эффектов электростимуляции БЯШ на активность нейронов кВЛРО, вызываемую висцеральным (колоректальное растяжение, КРР) и соматическим (сдавливание хвоста) болевыми стимулами, в норме и после перенесенного кишечного воспаления (колита) с оценкой вклада в эти процессы супраспинальных 5-НТ1А рецепторов при их активации интрацеребровентрикулярным введением буспирона. Показано, что БЯШ способно оказывать тормозное влияние как на неселективные, так и дифференцированные реакции нейронов кВЛРО на разные болевые стимулы, вызывая ослабление возбуждающих и усиление тормозных нейрональных ответов на КРР при подавлении обоих типов реакций на сдавливание хвоста. Действие БЯШ на ноцицептивное возбуждение бульбарных нейронов усиливается после активации супраспинальных 5-НТ1А рецепторов буспироном. Установлено, что в постколитный период тормозные влияния БЯШ на разные популяции бульбарных нейронов существенно ослабевают, свидетельствуя о нарушении антиноцицептивной функции ядра. При этом нивелируется 5-НТ1А рецептор-зависимая компонента его нисходящих влияний. Выявленные изменения могут вносить вклад в супраспинальные механизмы патогенеза поствоспалительной абдоминальной боли и коморбидных ей соматических гипералгезий.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Б. М. Сушкевич

Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: lyubashinaoa@infran.ru
Россия, Санкт-Петербург

И. Б. Сиваченко

Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН

Email: lyubashinaoa@infran.ru
Россия, Санкт-Петербург

О. А. Любашина

Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН

Email: lyubashinaoa@infran.ru
Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Chen Q, Heinricher MM (2022) Shifting the Balance: How Top-Down and Bottom-Up Input Modulate Pain via the Rostral Ventromedial Medulla. Front Pain Res (Lausanne) 3:932476. https://doi.org/10.3389/fpain.2022.932476
  2. Martins I, Tavares I (2017) Reticular Formation and Pain: The Past and the Future. Front Neuroanat 11:51. https://doi.org/10.3389/fnana.2017.00051
  3. Millan MJ (2002) Descending control of pain. Prog Neurobiol 66:355–474. https://doi.org/ 10.1016/S0301-0082(02)00009-6
  4. Ossipov MH (2012) The perception and endogenous modulation of pain. Scientifica (Cairo) 2012:561761. https://doi.org/10.6064/2012/561761
  5. Almeida TF, Roizenblatt S, Tufik S (2004) Afferent pain pathways: a neuroanatomical review. Brain Res 1000(1–2):40–56. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2003.10.073
  6. Chaouch A, Menetrey D, Binder D, Besson JM (1983) Neurons at the origin of the medial component of the bulbopontine spinoreticular tract in the rat: an anatomical study using horseradish peroxidase retrograde transport. J Comp Neurol 214:309–320. https://doi.org/10.1002/cne.902140308
  7. Chen Q, Roeder Z, Li MH, Zhang Y, Ingram SL, Heinricher MM (2017) Optogenetic evidence for a direct circuit linking nociceptive transmission through the parabrachial complex with pain-modulating neurons of the rostral ventromedial medulla (RVM). eNeuro 4:1–16. https://doi.org/10.1523/ENEURO.0202-17.2017
  8. Liang H, Wang S, Francis R, Whan R, Watson C, Paxinos G (2015) Distribution of raphespinal fibers in the mouse spinal cord. Mol Pain 11:42. https://doi.org/10.1186/s12990-015-0046-x
  9. Aby F, Lorenzo LE, Grivet Z, Bouali-Benazzouz R, Martin H, Valerio S, Whitestone S, Isabel D, Idi W, Bouchatta O, De Deurwaerdere P, Godin AG, Herry C, Fioramonti X, Landry M, De Koninck Y, Fossat P (2022) Switch of serotonergic descending inhibition into facilitation by a spinal chloride imbalance in neuropathic pain. Sci Adv 8(30): eabo0689. https://doi.org/10.1126/sciadv.abo0689
  10. Yang J, Pan YJ, Zhao Y, Qiu PY, Lu L, Li P, Chen F, Yan XQ, Wang DX (2011) Oxytocin in the rat caudate nucleus influences pain modulation. Peptides 32(10):2104–2107. https://doi.org/10.1016/j.peptides.2011.08.021
  11. Phillips S, Cantrill R, Ford D, Mitchell D (1986) Microinjection of dopamine agonists intonucleus raphe magnus affects nociception in rats. Pain 26(2):259–266. https://doi.org/10.1016/0304-3959(86)90080-1
  12. Randich A, Mebane H, DeBerry JJ, Ness TJ (2008) Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats. J Pain 9(10):920–926. https://doi.org/10.1016/j.jpain.2008.05.011
  13. Zhuo M, Gebhart GF (2002) Facilitation and attenuation of a visceral nociceptive reflex from the rostroventral medulla in the rat. Gastroenterology 122(4):1007–1019. https://doi.org/10.1053/gast.2002.32389
  14. Baik EJ, Jeong Y, Nam TS, Kim WK, Paik KS (1995) Mechanism of transmission and modulation of renal pain in cats; effect of nucleus raphe magnus stimulation on renal pain. Yonsei Med J 36(4):348–360. https://doi.org/10.3349/ymj.1995.36.4.348
  15. Jones SL, Light AR (1990) Electrical stimulation in the medullary nucleus raphe magnus inhibits noxious heat-evoked fos protein-like immunoreactivity in the rat lumbar spinal cord. Brain Res 530(2):335–338. https://doi.org/10.1016/0006-8993(90)91306-2
  16. Zhuo M, Sengupta JN, Gebhart GF (2002) Biphasic modulation of spinal visceral nociceptive transmission from the rostroventral medial medulla in the rat. J Neurophysiol 87(5):2225–2236. https://doi.org/10.1152/jn.2002.87.5.2225
  17. Cobos A, Lima D, Almeida A, Tavares I (2003) Brain afferents to the lateral caudal ventrolateral medulla: a retrograde and anterograde tracing study in the rat. Neuroscience 120(2):485–498. https://doi.org/10.1016/s0306-4522(03)00209-4
  18. Vertes RP, Fortin WJ, Crane AM (1999) Projections of the median raphe nucleus in the rat. J Comp Neurol 407(4):555–582.
  19. Almeida A, Leite-Almeida H, Tavares I (2006) Medullary control of nociceptive transmission: Reciprocal dual communication with the spinal cord. Drug Discov Today Dis Mech 3 (3): 305–312. https://doi.org/10.1016/j.ddmec.2006.09.001
  20. Tavares I, Lima D (2007) From neuroanatomy to gene therapy: searching for new ways to manipulate the supraspinal endogenous pain modulatory system. J Anat 211(2): 261–268. https://doi.org/10.1111/j.1469-7580.2007.00759.x
  21. Lyubashina OA, Sivachenko IB, Sokolov AY (2019) Differential responses of neurons in the rat caudal ventrolateral medulla to visceral and somatic noxious stimuli and their alterations in colitis. Brain Res Bull 152:299–310. https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2019.07.030
  22. Pinto-Ribeiro F, Ansah OS, Almeida A, Pertovaara A (2011) Response properties of nociceptive neurons in the caudal ventrolateral medulla (CVLM) in monoarthritic and healthy control rats: Modulation of responses by the paraventricular nucleus of the hypothalamus (PVN). Brain Res Bull 86 (1–2):82–90. https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2011.06.014
  23. Heinricher MM (2016) Pain Modulation and the Transition from Acute to Chronic Pain. Adv Exp Med Biol 904:105–115. https://doi.org/10.1007/978-94-017-7537-3_8
  24. Goehler LE, Gaykema RP, Opitz N, Reddaway R, Badr N, Lyte M (2005) Activation in vagal afferents and central autonomic pathways: early responses to intestinal infection with Campylobacter jejuni. Brain Behav Immun 19(4):334–344. https://doi.org/ 10.1016/j.bbi.2004.09.002
  25. Wan J, Ding Y, Tahir AH, Shah MK, Janyaro H, Li X, Zhong J, Vodyanoy V, Ding M (2017) Electroacupuncture attenuates visceral hypersensitivity by inhibiting JAK2/STAT3 signaling pathway in the descending pain modulation system. Front Neurosci 11:644. https://doi.org/10.3389/fnins.2017.00644
  26. Sanoja R, Tortorici V, Fernandez C, Price TJ, Cervero F (2010) Role of RVM neurons in capsaicin-evoked visceral nociception and referred hyperalgesia. Eur J Pain 14(2):120.e1–e9. https://doi.org/10.1016/j.ejpain.2009.04.006
  27. Sushkevich BM, Sivachenko IB, Lyubashina OA (2023) Postcolitis alterations in nociceptive properties of neurons in the rat nucleus raphe magnus and dorsal raphe nucleus. J Evol Biochem Phys 59(4):1057–1076. https://doi.org/10.1134/S0022093023040051
  28. Lyubashina OA, Sivachenko IB, Sushkevich BM, Busygina II (2023) Opposing effects of 5-HT1A receptor agonist buspirone on supraspinal abdominal pain transmission in normal and visceral hypersensitive rats. J Neurosci Res 101(10):1555‒1571. https://doi.org/10.1002/jnr.25222
  29. Lyubashina OA, Sivachenko IB, Busygina II, Panteleev SS (2018) Colitis-induced alterations in response properties of visceral nociceptive neurons in the rat caudal medulla oblongata and their modulation by 5-HT3 receptor blockade. Brain Res Bull 142:183–196. https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2018.07.013
  30. Munawar N, Bitar MS, Masocha W (2023) Activation of 5-HT1A Receptors Normalizes the Overexpression of Presynaptic 5-HT1A Receptors and Alleviates Diabetic Neuropathic Pain Int J Mol Sci 24(18):14334. https://doi.org/10.3390/ijms241814334
  31. Zhang Y, Gao X, Yang ZL, Huang YL, Wu GC (2000) Expression of 5-HT(1A) receptor mRNA in rat nucleus raphe magnus neurons after peripheral inflammation. Brain Res 887(2):465–468. https://doi.org/10.1016/s0006-8993(00)03037-7
  32. Blier P, Piñeyro G, el Mansari M, Bergeron R, de Montigny C (1998) Role of somatodendritic 5-HT autoreceptors in modulating 5-HT neurotransmission. Ann N Y Acad Sci 861:204–216. https://doi.org/10.1111/j.1749-6632.1998.tb10192.x
  33. Lemos JC, Pan YZ, Ma X, Lamy C, Akanwa AC, Beck SG (2006) Selective 5-HT receptor inhibition of glutamatergic and GABAergic synaptic activity in the rat dorsal and median raphe. Eur J Neurosci 24(12):3415–3430. https://doi.org/10.1111/j.1460-9568.2006.05222.x
  34. Bardin L (2011) The complex role of serotonin and 5-HT receptors in chronic pain. Behav Pharmacol 22(5–6):390–404. https://doi.org/10.1097/FBP.0b013e328349aae4
  35. Wei H, Pertovaara A (2006) 5-HT(1A) receptors in endogenous regulation of neuropathic hypersensitivity in the rat. Eur J Pharmacol 535(1–3):157–165. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2006.02.019
  36. Haleem DJ (2018) Serotonin-1A receptor dependent modulation of pain and reward for improving therapy of chronic pain. Pharmacol Res 134:212–219. https://doi.org/10.1016/j.phrs.2018.06.030
  37. Zemlan FP, Murphy AZ, Behbehani MM (1994) 5-HT1A receptors mediate the effect of the bulbospinal serotonin system on spinal dorsal horn nociceptive neurons. Pharmacology 48(1):1–10. https://doi.org/10.1159/000139156
  38. Zhang YQ, Gao X, Ji GC, Huang YL, Wu GC, Zhao ZQ (2002) Expression of 5-HT1A receptor mRNA in rat lumbar spinal dorsal horn neurons after peripheral inflammation. Pain 98(3):287–295. https://doi.org/10.1016/S0304-3959(02)00026-X
  39. Panteleev SS, Sivachenko IB, Lyubashina OA (2018) The central effects of buspirone on abdominal pain in rats. Neurogastroenterol Motil 30(11): e13431. https://doi.org/10.1111/nmo.13431
  40. Helke CJ, Capuano S, Tran N, Zhuo H (1997) Immunocytochemical studies of the 5-HT(1A) receptor in ventral medullary neurons that project to the intermediolateral cell column and contain serotonin or tyrosine hydroxylase immunoreactivity. J Comp Neurol 379(2):261–270.
  41. Liu Q, Wong-Riley MT (2010) Postnatal changes in the expressions of serotonin 1A, 1B, and 2A receptors in ten brain stem nuclei of the rat: implication for a sensitive period. Neuroscience 165(1):61–78. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2009.09.078
  42. Morris GP, Beck PL, Herridge MS, Depew WT, Szewczuk MR, Wallace JL (1989) Hapten-induced model of chronic inflammation and ulceration in the rat colon. Gastroenterology 96(3):795–803.
  43. Lyubashina OA, Sivachenko IB, Mikhalkin AA (2022) Impaired visceral pain-related functions of the midbrain periaqueductal gray in rats with colitis. Brain Res Bull 182:12–25. https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2022.02.002
  44. Lyubashina OA, Sivachenko IB, Busygina II (2021) Amygdalofugal Modulation of Visceral Nociceptive Transmission in the Rat Caudal Ventrolateral Medulla under Normal Conditions and Intestinal Inflammation. J Evol Biochem Phys 57: 1150–1162. https://doi.org/10.1134/S0022093021050161
  45. Paxinos G, Watson C (1998) The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 4th ed London Academic Press.
  46. Aimone LD, Jones SL, Gebhart GF (1987) Stimulation-produced descending inhibition from the periaqueductal gray and nucleus raphe magnus in the rat: mediation by spinal monoamines but not opioids. Pain 31(1):123–136. https://doi.org/10.1016/0304-3959(87)90012-1
  47. Paul D, Phillips AG (1986) Selective effects of pirenperone on analgesia produced by morphine or electrical stimulation at sites in the nucleus raphe magnus and periaqueductal gray. Psychopharmacology 88(2):172–176. https://doi.org/10.1007/BF00652235
  48. Sun JH, Ruan XJ, Wang LN, Liang S, Li XP (2015) Study on the Antinociceptive Effects of Herba Epimedium in Mice. Evid Based Complement Alternat Med 2015:483942. https://doi.org/10.1155/2015/483942
  49. Ness TJ, Follett KA, Piper J, Dirks BA (1998) Characterization of neurons in the area of the medullary lateral reticular nucleus responsive to noxious visceral and cutaneous stimuli. Brain Res 802(1–2):163–174. https://doi.org/10.1016/s0006-8993(98)00608-8
  50. Luz LL, Fernandes EC, Sivado M, Kokai E, Szucs P, Safronov BV (2015) Monosynaptic convergence of somatic and visceral C-fiber afferents on projection and local circuit neurons in lamina I: a substrate for referred pain. Pain 156(10):2042–2051. https://doi.org/10.1097/j.pain.0000000000000267
  51. Qin C, Farber JP, Linderoth B, Shahid A, Foreman RD (2008) Neuromodulation of thoracic intraspinal visceroreceptive transmission by electrical stimulation of spinal dorsal column and somatic afferents in rats. J Pain 9(1):71–78. https://doi.org/10.1016/j.jpain.2007.08.007
  52. Nguyen E, Grajales-Reyes JG, Gereau RW 4th, Ross SE (2023) Cell type-specific dissection of sensory pathways involved in descending modulation. Trends Neurosci 46(7):539–550. https://doi.org/10.1016/j.tins.2023.04.002
  53. Peng B, Jiao Y, Zhang Y, Li S, Chen S, Xu S, Gao P, Fan Y, Yu W (2023) Bulbospinal nociceptive ON and OFF cells related neural circuits and transmitters. Front Pharmacol 14:1159753. https://doi.org/10.3389/fphar.2023.1159753
  54. Zhang Y, Zhao S, Rodriguez E, Takatoh J, Han BX, Zhou X, Wang F (2015) Identifying local and descending inputs for primary sensory neurons. J Clin Invest 125(10):3782–3794. https://doi.org/10.1172/JCI81156
  55. Otsu Y, Aubrey KR (2022) Kappa opioids inhibit the GABA/glycine terminals of rostral ventromedial medulla projections in the superficial dorsal horn of the spinal cord. J Physiol 600(18):4187–4205. https://doi.org/10.1113/JP283021
  56. Lyubashina OA, Sivachenko IB (2017) The 5-HT4 receptor-mediated inhibition of visceral nociceptive neurons in the rat caudal ventrolateral medulla. Neuroscience 359:277–288. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2017.07.039
  57. Pinto M, Sousa M, Lima D, Tavares I (2008) Participation of mu-opioid, GABA(B), and NK1 receptors of major pain control medullary areas in pathways targeting the rat spinal cord: implications for descending modulation of nociceptive transmission. J Comp Neurol 510(2):175–187. https://doi.org/10.1002/cne.21793
  58. Haleem DJ (2019) Targeting Serotonin1A Receptors for Treating Chronic Pain and Depression. Curr Neuropharmacol 17(12):1098‒1108. https://doi.org/10.2174/1570159X17666190811161807
  59. Bagdy E, Kiraly I, Harsing LG Jr (2000) Reciprocal innervation between serotonergic and GABAergic neurons in raphe nuclei of the rat. Neurochem Res 25(11):1465‒1473. https://doi.org/10.1023/a:1007672008297
  60. Inyushkin AN, Merkulova NA, Orlova AO, Inyushkina EM (2010) Local GABAergic modulation of the activity of serotoninergic neurons in the nucleus raphe magnus. NeurosciBehav Physiol 40(8):885‒893. https://doi.org/10.1007/s11055-010-9337-x
  61. Loane C, Politis M (2012) Buspirone: what is it all about? Brain Res 1461:111–118. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2012.04.032
  62. de Oliveira R, de Oliveira RC, Falconi-Sobrinho LL, da Silva Soares R Jr, Coimbra NC (2017) 5-Hydroxytryptamine2A/2C receptors of nucleus raphe magnus and gigantocellularis/paragigantocellularis pars α reticular nuclei modulate the unconditioned fear-induced antinociception evoked by electrical stimulation of deep layers of the superior colliculus and dorsal periaqueductal grey matter. Behav Brain Res 316:294–304. https://doi.org/10.1016/j.bbr.2016.09.016
  63. Ferrari LF, Pei J, Zickella M, Rey C, Zickella J, Ramirez A, Taylor NE (2021) D2 Receptors in the Periaqueductal Gray/Dorsal RapheModulate Peripheral Inflammatory Hyperalgesia via the Rostral Ventral Medulla. Neuroscience 463:159–173. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2021.03.035
  64. Li C, Sugam JA, Lowery-Gionta EG, McElligott ZA, McCall NM, Lopez AJ, McKlveen JM, Pleil KE, Kash TL (2016) Mu Opioid Receptor Modulation of Dopamine Neurons in the Periaqueductal Gray/Dorsal Raphe: A Role in Regulation of Pain. Neuropsychopharmacology 41(8):2122–2132. https://doi.org/10.1038/npp.2016.12
  65. Wang XQ, Mokhtari T, Zeng YX, Yue LP, Hu L (2021) The Distinct Functions of Dopaminergic Receptors on Pain Modulation: A Narrative Review. Neural Plast 2021:6682275. https://doi.org/10.1155/2021/6682275
  66. Costa-Pereira JT, Serrão P, Martins I, Tavares I (2020) Serotoninergic pain modulation from the rostral ventromedial medulla (RVM) in chemotherapy-induced neuropathy: The role of spinal 5-HT3 receptors. Eur J Neurosci 51(8):1756–1769. https://doi.org/10.1111/ejn.14614
  67. Wei F, Dubner R, Zou S, Ren K, Bai G, Wei D, Guo W (2010) Molecular depletion of descending serotonin unmasks its novel facilitatory role in the development of persistent pain. J Neurosci 30(25):8624–8636. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.5389–09.2010
  68. Li MH, Suchland KL, Ingram SL (2015) GABAergic transmission and enhanced modulation by opioids and endocannabinoids in adult rat rostral ventromedial medulla. J Physiol 593(1):217–230. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2014.275701

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Локализация мест регистрации нейронов в каудальной вентролатеральной ретикулярной области продолговатого мозга у здоровых (темные символы) и перенесших колит (светлые символы) крыс (a) и зона электрической стимуляции большого ядра шва у всех животных (b). На (a), каждый символ соответствует локализации нескольких изученных нейронов. Схемы срезов адаптированы из стандартного атласа мозга крысы [45]

Скачать (46KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Примеры реакций нейронов каудальной вентролатеральной ретикулярной области продолговатого мозга, относящихся к висцеральному (a, b), соматическому (c, d) и общему (e, f) ноцицептивным типам, на болевые колоректальное растяжение (colorectal distension) и сдавливание хвоста (squeezing of the tail). На (a — f), в верхней части — нативные записи импульсной активности, в нижней части — соответствующие частотные гистограммы с бином в 1 с. По оси абсцисс — время в секундах, по оси ординат — частота разрядов (spikes/s). Горизонтальные отрезки — время действия раздражений

Скачать (68KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Примеры возбуждающей (a, b) и тормозных (c — f) реакций ноцицептивных нейронов каудальной вентролатеральной ретикулярной области продолговатого мозга на болевые колоректальное растяжение (CRD) и сдавливание хвоста (ST) исходно (a, c, e) и после электростимуляции большого ядра шва (b, d, f). На (a — f), в верхней части — нативные записи, ниже — соответствующие частотные гистограммы с бином в 1 с. По оси абсцисс — время в секундах, по оси ординат — частота разрядов (spikes/s). Горизонтальные отрезки — время действия болевых раздражений. Стрелка — электрическая стимуляция большого ядра шва (RMg)

Скачать (72KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Амплитуда реакций нейронов каудальной вентролатеральной ретикулярной области продолговатого мозга, относящихся к висцеральному (a, b), соматическому (c, d) и общему (e, f) ноцицептивным типам, на болевые колоректальное растяжение (CRD) и сдавливание хвоста (Tail) исходно (CRD или Tail) и после предварительной электрической стимуляции большого ядра шва (RMg+CRD или RMg+Tail) у здоровых (Control) и перенесших колит (Postcolitis) крыс. По оси ординат — реакция в % от уровня фоновой активности. На (a — f), верхняя и нижняя границы каждого прямоугольника — первый и третий квартили (25-й и 75-й процентили соответственно), горизонтальная линия внутри — медиана (50-й процентиль), концы отрезков — 10-й и 90-й процентили, ромбы — индивидуальные значения в выборке. Значимые различия по сравнению с соответствующим значением до электростимуляции: # — р < 0.05, ## — р < 0.01, ### — p < 0.001, парный тест Вилкоксона. Значимые различия по сравнению с соответствующим значением в группе контроля: * — р < 0.05, ** — р < 0.01, *** — р < 0.001, тест Манна-Уитни-Вилкоксона

Скачать (82KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Эффекты электрической стимуляции большого ядра шва на возбуждение нейронов каудальной вентролатеральной ретикулярной области продолговатого мозга, вызванное болевыми колоректальным растяжением (CRD) и сдавливанием хвоста (ST), после интрацеребровентрикулярного введения агониста 5-HT1A рецепторов буспирона в количествах 0.3 и 1 мкг у здоровых (a, c) и перенесших колит (b, d) крыс. По оси абсцисс — время до (0) и после инъекции в мин. По оси ординат — реакция в % от уровня фоновой активности. На (a — d), верхний и нижний углы каждого ромба — первый и третий квартили (25-й и 75-й процентили соответственно), горизонтальная линия внутри — медиана (50-й процентиль), концы отрезков — 10-й и 90-й процентили. Значимые изменения по сравнению с соответствующим исходным уровнем: # р < 0.05, ## р < 0.01 и ### p < 0.001, парный тест Вилкоксона. Значимые различия по сравнению с инъекцией физиологического раствора: * р < 0.05, тест Манна–Уитни–Вилкоксона. Значимость изменений дана с учетом поправки Бонферрони

Скачать (60KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024