Полногеномная идентификация и характеристика генов, кодирующих транспортеры сахаров у березы повислой

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Транспортеры сахаров играют важную роль в регуляции дальнего транспорта сахарозы в растениях. Основным поглотителем сахарозы у древесных растений является формирующаяся древесина. Таким образом, транспорт сахарозы, регулируемый семействами генов SUT, SWEET и MST, будет определять формирование древесной биомассы. На основании данных генома березы повислой (Betula pendula var. pendula Roth) мы идентифицировали и проанализировали кодирующие транспортеры сахаров у Betula pendula. Мы провели BLAST-поиск, филогенетический, структурный анализы и анализ цис-действующих элементов генов-переносчиков сахаров и определили их хромосомную локализацию. Нам удалось идентифицировать и охарактеризовать три гена семейства SUT, 10 генов SWEET и 36 генов MST, которые имеют типичное для семейства количество функциональных и трансмембранных доменов. Показано, что береза повислая содержит меньшее количество генов-переносчиков сахаров по сравнению с A. thaliana, что, вероятно, связано с апопластным типом загрузки терминальной флоэмы у Arabidopsis, тогда как у березы повислой загрузка флоэмы осуществляется преимущественно симпластически. Полученные результаты могут быть полезны для дальнейшего изучения участия транспортеров сахарозы в различных биосинтетических процессах древесных растений и служить основой для различных биотехнологических манипуляций.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. А. Корженевский

Институт леса – обособленное подразделение Федерального исследовательского центра “Карельский научный центр Российской академии наук”

Email: tselishcheva.yulia@mail.ru
Россия, Петрозаводск, 185910

Ю. Л. Мощенская

Институт леса – обособленное подразделение Федерального исследовательского центра “Карельский научный центр Российской академии наук”

Автор, ответственный за переписку.
Email: tselishcheva.yulia@mail.ru
Россия, Петрозаводск, 185910

Т. В. Тарелкина

Институт леса – обособленное подразделение Федерального исследовательского центра “Карельский научный центр Российской академии наук”

Email: tselishcheva.yulia@mail.ru
Россия, Петрозаводск, 185910

Н. А. Галибина

Институт леса – обособленное подразделение Федерального исследовательского центра “Карельский научный центр Российской академии наук”

Email: tselishcheva.yulia@mail.ru
Россия, Петрозаводск, 185910

Список литературы

  1. Salojärvi J., Smolander O.P., Nieminen K. et al. Genome sequencing and population genomic analyses provide insights into the adaptive landscape of silver birch // Nat. Genet. 2017. V. 49. P. 904–912. https://doi.org/10.1038/ng.3862
  2. Koski V., Rousi M. A review of the promises and constraints of breeding silver birch (Betula pendula Roth) in Finland // Forestry: An Intern. J. Forest Research. 2005. V. 78. P. 187–198. doi: 10.1093/forestry/cpi017
  3. Любавская А.Я. Карельская береза. М.: Лесная пром-ть., 1978. 158 с.
  4. Новицкая Л.Л. Карельская береза: механизмы роста и развития структурных аномалий. Петрозаводск: Verso, 2008. 143 с.
  5. Novitskaya L., Nikolaeva N., Tarelkina T. Endogenous variability of the figured wood of Karelian birch // Wulfenia. 2016. V. 23. P. 175–188.
  6. Galibina N.A., Novitskaya L.L., Nikerova K.M. et al. Labile nitrogen availability in soil influences the expression of wood pattern in Karelian birch // Botanicheskii Zhurnal. 2019.V. 104. № 10. P. 1598–1609. doi: 10.1134/S0006813619100053
  7. Galibina N.A., Novitskaya L.L., Moshchenskaya Y.L., Krasavina M.S. Activity of sucrose synthase in trunk tissues of Karelian birch during cambial growth// Russ. J. Plant Physiol. 2015. V. 62. P. 381–389. doi: 10.1134/S102144371503005X
  8. Galibina N.A., Novitskaya L.L., Krasavina M.S., Moshchenskaya J.L. Invertase activity in trunk tissues of Karelian birch // Russ. J. Plant Physiol. 2015. V. 62. P. 753–760. doi: 10.1134/S1021443715060060
  9. Moshchenskaya Y.L., Galibina N.A., Topchieva L.V., Novitskaya L.L. Expression of genes encoding sucrose synthase isoforms during anomalous xylogenesis in Karelian birch // Russ. J. Plant Physiol. 2017. V. 64. P. 616–624. doi: 10.1134/S1021443717030104
  10. Novitskaya L.L., Nikolaeva N.N., Galibina N.A. et al. The greatest density of parenchyma inclusions in Karelian birch wood occurs at confluences of phloem flows // Silva Fenn. 2016. V. 50. P. 1461–1478. doi: 10.14214/sf.1461
  11. Galibina N.A., Novitskaya L.L., Nikerova K.M. Source-sink relations in the organs and tissues of silver birch during different scenarios of xylogenesis // Russ. J. Plant Physiol. 2019. V. 66. P. 308–315. doi: 10.1134/S1021443719020067
  12. Mahboubi A., Niittyla T. Sucrose transport and carbon fluxes during wood formation // Physiologia plantarum. 2018. V. 164. P. 67–81. doi: 10.1111/ppl.12729
  13. Van Bel A.J.E. Xylem-phloem exchange via the rays: The undervalued route of transport // J. Exp. Bot. 1990. V. 41. P. 631–644. doi: 10.1093/jxb/41.6.631
  14. Sauter J.J. The strasburger cells – equivalents of companion cells //Berichte der Deutschen Botan. Gesellschaft. 1980. Bd. 93. S. 29–42.
  15. Sauter J.J., Kloth S. Plasmodesmatal frequency and radial translocation rates in ray cells of poplar (Populus x Canadensis Moench ‘robusta’) // Planta. 1986. V. 168. P. 377–380. doi: 10.1007/BF00392363
  16. Roach M., Arrivault S., Mahboubi A. et al. Spatially resolved metabolic analysis reveals a central role for transcriptional control in carbon allocation to wood // J. Exp. Bot. 2017. V. 68. P. 3529–3539. doi: 10.1093/jxb/erx200
  17. Uggla C., Magel E., Moritz T., Sundberg B. Function and dynamics of auxin and carbohydrates during earlywood/latewood transition in scots pine // Plant Physiol. 2001. V. 125. P. 2029–2039. doi: 10.1104/pp.125.4.2029
  18. Sokołowska K., Zagórska-Marek B. Symplasmic, long-distance transport in xylem and cambial regions in branches of Acer pseudoplatanus (Aceraceae) and Populus tremula × P. Tremuloides (Salicaceae) // Am. J. Bot. 2012. V. 99. P. 1745–1755. doi: 10.3732/ajb.1200349
  19. Weise A., Barker L., Kühn C. et al. A new subfamily of sucrose transporters, SUT4, with low affinity/high capacity localized in enucleate sieve elements of plants // The Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1345–1355. doi: 10.1105/tpc.12.8.1345
  20. Stadler R., Brandner J., Schulz A. et al. Phloem loading by the PmSUC2 sucrose carrier from Plantago major occurs into companion cells // The Plant Cell. 1995. V. 7. P. 1545–1554. doi: 10.1105/tpc.7.10.1545
  21. Baker R.F., Leach K.A., Boyer N.R. et al. Sucrose transporter ZmSut1 expression and localization uncover new insights into sucrose phloem loading // Plant Physiol. 2016. V. 172. P. 1876–1898. doi: 10.1104/pp.16.00884
  22. Wang Y., Chen Y., Wei Q. et al. Phylogenetic relationships of sucrose transporters (SUTs) in plants and genome-wide characterization of SUT genes in Orchidaceae reveal roles in floral organ development // Peer J. 2021. V. 9. doi: 10.7717/peerj.11961
  23. Aoki N., Hirose T., Scofield G.N. et al. The sucrose transporter gene family in rice // Plant Cell Physiol. 2003. V. 44. P. 223–232. doi: 10.1093/pcp/pcg030
  24. Barth I., Meyer S., Sauer N. PmSUC3: Characterization of a SUT2/SUC3-type sucrose transporter from Plantago major // Plant Cell. 2003. V. 15. P. 1375–1385. doi: 10.1105/tpc.010967
  25. Meyer S., Lauterbach C., Niedermeier M. et al. Wounding enhances expression of AtSUC3, a sucrose transporter from Arabidopsis sieve elements and sink tissues // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 684–693. doi: 10.1104/pp.103.033399
  26. Hackel A., Schauer N., Carrari F. et al. Sucrose transporter LeSUT1 and LeSUT2 inhibition affects tomato fruit development in different ways // Plant J. 2004. V. 45. P. 180–192. doi: 10.1111/j.1365- 313X.2005.02572.x
  27. Peng D., Gu X., Xue L.-J. et al. Bayesian phylogeny of sucrose transporters: Ancient origins, differential expansion and convergent evolution in monocots and dicots // Frontiers in Plant Science. 2014. V. 5(615). P. 1–12. doi: 10.3389/fpls.2014.00615
  28. Chen H.Y., Huh J.H., Yu Y.C. et al. The Arabidopsis vacuolar sugar transporter SWEET2 limits carbon sequestration from roots and restricts Pythium infection // Plant J. 2015. V. 83. P. 1046–1058. doi: 10.1111/tpj.12948
  29. Bock K.W., Honys D., Ward J.M. et al. Integrating membrane transport with male gametophyte development and function through transcriptomics // Plant Physiol. 2006. V. 140. P. 1151–1168. doi: 10.1104/pp.105.074708.
  30. Guan Y.F., Huang X.Y., Zhu J. et al. RUPTURED POLLEN GRAIN1, a member of the MtN3/saliva gene family, is crucial for exine pattern formation and cell integrity of microspores in Arabidopsis // Plant Physiol. 2008. V. 147. P. 852–863. doi: 10.1104/pp.108.118026
  31. Zhang L., Wang L., Zhang J. et al. Expression and localization of SWEETs in Populus and the effect of SWEET7 overexpression in secondary growth // Tree Physiology. 2020. V. 41. P. 882–899. doi: 10.1093/treephys/tpaa145.
  32. Slewinski T.L. Diverse functional roles of monosaccharide transporters and their homologs in vascular plants: A physiological perspective // Mol. Plant. 2011. V. 4. P. 641–662. doi: 10.1093/mp/ssr051Li
  33. Afoufa-Bastien D., Medici A., Jeauffre J. et al. The Vitis vinifera sugar transporter gene family: Phylogenetic overview and macroarray expression profiling // Plant Biology. 2010. V. 10(245). P. 1–22. doi: 10.1186/1471-2229-10-245
  34. Edgar R.C. MUSCLE: Multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput // Nucl. Acids Res. 2004. V. 32. № 5. P. 1792–1797. doi: 10.1093/nar/gkh340
  35. Hu B., Jin J., Guo A.Y. et al. GSDS 2.0: An upgraded gene feature visualization server // Bioinformatics. 2015. V. 31. № 8. P. 1296–1297. doi: 10.1093/bioinformatics/btu817
  36. Chen Ch., Chen H., Zhang Y. et al. TBtools: An integrative toolkit developed for interactive analyses of big biological data // Mol. Plant. 2020. V. 13. P. 1194–1202. doi: 10.1016/j.molp.2020.06.009
  37. Doidy J., Vidal U., Lemoine R. Sugar transporters in Fabaceae, featuring SUT MST and SWEET families of the model plant Medicago truncatula and the agricultural crop Pisumsativum // PLoS One. 2019. V. 14. № 9. P. 1–19. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0223173

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Схема, отображающая механизм транспорта сахаров белками-переносчиками (ST).

Скачать (155KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Филогенетические деревья: (а) – белков семейства SUT A. thaliana, V. vinifera, P. Trichocarpa и B. pendula; (б) – белков семейства SWEET A. thaliana, P. trichocarpa и B. pendula; (в) – белков семейства MST A. thaliana и B. pendula. Филогенетические деревья строили с помощью MEGA 11.0 методом максимального подобия с LG + G-моделью и 1000 итераций бутстрэп-анализа для SUT, с JTT + F + G-моделью и 1000 итераций бутстрэп-анализа для SWEET, с LG + F + G-моделью и 500 итераций бутстрэп-анализа для MST. Филогенетические деревья визуализировали с использованием онлайн-инструмента iTOL.

Скачать (373KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Экзон-интронная организация семейства генов SUT A. thaliana, P. trichocarpa и B. pendula (а), семейства генов SWEET A. thaliana и B. pendula (б) и семейства генов MST A. thaliana и B. pendula (в). CDS и последовательности генов березы были получены из генома на онлайн-ресурсе Genomevolution. (Для обработки и визуализации использовали онлайн-инструмент http://gsds.gao-lab.org/).

Скачать (315KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Консервативные мотивы, функциональные и трансмембранные домены ST B. pendula семейства SUT (а), семейства SWEET (б) и семейства MST (в). Белковые последовательности генов березы были получены из генома на онлайн-ресурсе Genomevolution. Консервативные мотивы были определены с помощью инструмента MEME, функциональные домены определяли инструментом NCBI CDD-Search, трансмембранные домены – при помощи TMHMM 3.0.

Скачать (943KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Хромосомная локализация генов ST B. pendula. Гены одного семейства выделены одним цветом. Визуализировали с помощью инструмента TBtools.

Скачать (163KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024